ID:
501316
Durata (ore):
64
CFU:
6
SSD:
BIOCHIMICA
Anno:
2024
Dati Generali
Periodo di attività
Secondo Semestre (03/03/2025 - 18/06/2025)
Syllabus
Obiettivi Formativi
Il corso di Biochimica Applicata ha lo scopo di descrivere i principi teorici e le applicazioni pratiche delle principali metodiche preparative e analitiche utilizzate per l’indagine delle macromolecole biologiche nel campo della ricerca biochimica e biologico-molecolare. Al termine del corso gli studenti avranno acquisito le nozioni necessarie per affrontare comuni problemi teorici e pratici che si incontrano nei laboratori biochimici durante la pianificazione ed esecuzione degli esperimenti.
Prerequisiti
La comprensione degli argomenti svolti nel corso di Biochimica Applicata presuppone che lo studente sia in possesso di nozioni di Chimica Organica riguardanti in particolare i principali gruppi funzionali e la struttura dei composti eterociclici, nonché di conoscenze relative a tecniche spettroscopiche applicate allo studio di molecole organiche. È inoltre fondamentale possedere conoscenze di Biochimica riguardo struttura e proprietà di amminoacidi, proteine e acidi nucleici; tali competenze possono essere acquisite seguendo il corso di Biochimica Generale che si tiene nel II semestre parallelamente a quello di Biochimica Applicata. È possibile sostenere l’esame di Biochimica Applicata solo dopo il superamento dell’esame di Chimica Organica I.
Metodi didattici
Il corso prevede 32 ore di lezioni frontali e 32 ore di attività pratiche in laboratorio, tutte impartite dal docente titolare del corso. Le lezioni sono supportate dalla proiezione di diapositive e sono disponibili come file PDF nella sezione dedicata all’insegnamento sulla piattaforma KIRO, insieme ad altro eventuale materiale didattico. Durante le esercitazioni di laboratorio, gli studenti saranno divisi in piccoli gruppi e condurranno in prima persona le attività pratiche con l’ausilio di protocolli sperimentali da seguire. In laboratorio sono previsti momenti di interazione e di confronto diretto tra studenti e docente. Sarà inoltre presente un tutor come supporto alle attività. La frequenza alle attività pratiche è obbligatoria; è tollerata una certa percentuale di assenze da comunicare al docente.
Il docente è a disposizione per chiarimenti su specifici argomenti d’esame previo appuntamento.
Per gli studenti con esigenze specifiche, che non possono frequentare di persona le attività didattiche e che hanno fatto domanda per Modalità Didattiche Inclusive, sarà disponibile materiale didattico adeguato a un proficuo studio autonomo. Se richiesto, l'autoapprendimento potrà essere supportato da attività di tutorato di didattica integrativa, e da incontri dedicati, anche online, con flessibilità di orario a seconda delle esigenze
Il docente è a disposizione per chiarimenti su specifici argomenti d’esame previo appuntamento.
Per gli studenti con esigenze specifiche, che non possono frequentare di persona le attività didattiche e che hanno fatto domanda per Modalità Didattiche Inclusive, sarà disponibile materiale didattico adeguato a un proficuo studio autonomo. Se richiesto, l'autoapprendimento potrà essere supportato da attività di tutorato di didattica integrativa, e da incontri dedicati, anche online, con flessibilità di orario a seconda delle esigenze
Verifica Apprendimento
L’esame consiste in una prova orale individuale che si svolge nelle date stabilite delle sessioni di esame. Durante la prova vengono saggiate le conoscenze acquisite relativamente ai contenuti del corso. La prova verte su almeno tre argomenti distinti trattati durante le lezioni frontali o durante le esercitazioni. La valutazione finale si basa sul grado di comprensione e di approfondimento degli argomenti presentati, insieme alla capacità di comunicazione attraverso un appropriato linguaggio scientifico. Sono previste modalità di esame appropriate per gli studenti che rientrano nelle categorie previste per i Disturbi Specifici dell'Apprendimento (DSA) ed i Bisogni Educativi Speciali (BES)".
Testi
Stoppini M. e Bellotti V. “Biochimica Applicata”. EdiSES
MC Bonaccorsi Di Patti, R Contestabile, ML Di Salvo. ”Metodologie biochimiche”. Zanichelli
M Maccarrone. “Metodologie biochimiche e biomolecolari”. Zanichelli
Wilson & Wolker. “Biochimica e Biologia molecolare principi e tecniche”. Raffaello Cortina Editore
MC Bonaccorsi Di Patti, R Contestabile, ML Di Salvo. ”Metodologie biochimiche”. Zanichelli
M Maccarrone. “Metodologie biochimiche e biomolecolari”. Zanichelli
Wilson & Wolker. “Biochimica e Biologia molecolare principi e tecniche”. Raffaello Cortina Editore
Contenuti
Parte teorica del corso
Per ciascuna delle tecniche sotto riportate sono prima trattate le basi teoriche e strumentali, poi sono riportati esempi di applicazioni in campo biochimico:
Metodi di rottura delle cellule e dei tessuti per l’estrazione delle macromolecole proteiche.
Centrifugazione. Equazioni della sedimentazione e Coefficiente di sedimentazione. Tipi di centrifughe e di rotori.
Passaggi di frazionamento per la purificazione di macromolecole proteiche.
Metodi di precipitazione delle proteine (con sali, con solventi organici, al calore o a pH estremi).
Dialisi e ultrafiltrazione.
Tecniche cromatografiche: principi generali. Componenti di un sistema cromatografico. Tipi di cromatografia: cromatografia a scambio ionico, a esclusione molecolare, di affinità, ad interazione idrofobica, di ripartizione. HPLC. FPLC.
Tecniche spettroscopiche. Spettrofotometria UV-Vis. Metodi spettrofotometrici per la determinazione della concentrazione proteica. Fluorimetria e dicroismo circolare e loro applicazioni nello studio della struttura, della stabilità termodinamica e del folding delle proteine.
Tecniche elettroforetiche. Elettroforesi di proteine: SDS-PAGE, isoelettrofocalizzazione, elettroforesi bidimensionale, elettroforesi capillare. Elettroforesi nativa delle proteine del siero.
Spettrometria di massa per lo studio delle proteine. Ionizzazione MALDI e ESI. Analizzatori di massa. Cenni di proteomica
Produzione di anticorpi policlonali e monoclonali. Tecniche immunochimiche: ELISA, western blotting, immunodiffusione.
Studio dell’interazione proteina- ligando mediante il metodo della risonanza plasmonica di superficie.
Estrazione e purificazione degli acidi nucleici.
Metodi spettrofotometrici per la determinazione della concentrazione di DNA e RNA.
Elettroforesi di acidi nucleici.
Enzimi di restrizione.
Amplificazione del DNA mediante PCR. Sintesi del cDNA. PCR con retrotrascrizione e PCR quantitativa.
Sequenziamento del DNA.
Tecniche di clonaggio in cellule batteriche. Vettori plasmidici di clonaggio e di espressione in cellule batteriche.
Strategie di espressione e di purificazione di proteine ricombinanti come proteine native, corpi inclusi e proteine di fusione. Ingegnerizzazione di proteine ricombinanti mediante mutagenesi sito specifica.
Parte pratica del corso
Precipitazione frazionata con Sali.
Dialisi.
Dosaggio proteico mediante il metodo del Biureto.
Cromatografia a scambio ionico.
Elettroforesi delle proteine del siero in condizioni native.
Elettroforesi su gel di poliacrilammide in presenza di SDS (SDS-PAGE).
Western blotting.
Dosaggio del glucosio mediante reazione enzimatica.
Estrazione del DNA da cellule.
PCR.
Elettroforesi del DNA su gel di agarosio.
Per ciascuna delle tecniche sotto riportate sono prima trattate le basi teoriche e strumentali, poi sono riportati esempi di applicazioni in campo biochimico:
Metodi di rottura delle cellule e dei tessuti per l’estrazione delle macromolecole proteiche.
Centrifugazione. Equazioni della sedimentazione e Coefficiente di sedimentazione. Tipi di centrifughe e di rotori.
Passaggi di frazionamento per la purificazione di macromolecole proteiche.
Metodi di precipitazione delle proteine (con sali, con solventi organici, al calore o a pH estremi).
Dialisi e ultrafiltrazione.
Tecniche cromatografiche: principi generali. Componenti di un sistema cromatografico. Tipi di cromatografia: cromatografia a scambio ionico, a esclusione molecolare, di affinità, ad interazione idrofobica, di ripartizione. HPLC. FPLC.
Tecniche spettroscopiche. Spettrofotometria UV-Vis. Metodi spettrofotometrici per la determinazione della concentrazione proteica. Fluorimetria e dicroismo circolare e loro applicazioni nello studio della struttura, della stabilità termodinamica e del folding delle proteine.
Tecniche elettroforetiche. Elettroforesi di proteine: SDS-PAGE, isoelettrofocalizzazione, elettroforesi bidimensionale, elettroforesi capillare. Elettroforesi nativa delle proteine del siero.
Spettrometria di massa per lo studio delle proteine. Ionizzazione MALDI e ESI. Analizzatori di massa. Cenni di proteomica
Produzione di anticorpi policlonali e monoclonali. Tecniche immunochimiche: ELISA, western blotting, immunodiffusione.
Studio dell’interazione proteina- ligando mediante il metodo della risonanza plasmonica di superficie.
Estrazione e purificazione degli acidi nucleici.
Metodi spettrofotometrici per la determinazione della concentrazione di DNA e RNA.
Elettroforesi di acidi nucleici.
Enzimi di restrizione.
Amplificazione del DNA mediante PCR. Sintesi del cDNA. PCR con retrotrascrizione e PCR quantitativa.
Sequenziamento del DNA.
Tecniche di clonaggio in cellule batteriche. Vettori plasmidici di clonaggio e di espressione in cellule batteriche.
Strategie di espressione e di purificazione di proteine ricombinanti come proteine native, corpi inclusi e proteine di fusione. Ingegnerizzazione di proteine ricombinanti mediante mutagenesi sito specifica.
Parte pratica del corso
Precipitazione frazionata con Sali.
Dialisi.
Dosaggio proteico mediante il metodo del Biureto.
Cromatografia a scambio ionico.
Elettroforesi delle proteine del siero in condizioni native.
Elettroforesi su gel di poliacrilammide in presenza di SDS (SDS-PAGE).
Western blotting.
Dosaggio del glucosio mediante reazione enzimatica.
Estrazione del DNA da cellule.
PCR.
Elettroforesi del DNA su gel di agarosio.
Lingua Insegnamento
Italiano
Altre informazioni
Per accedere ai laboratori, gli studenti devono prima aver completato l'intero percorso di formazione in tema di Sicurezza e Salute nei Luoghi di Lavoro, seguendo il Corso di Formazione specifica on-line.
Corsi
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CHIMICA E TECNOLOGIA FARMACEUTICHE
Laurea Magistrale Ciclo Unico 5 Anni
5 anni
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Persone
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