ID:
502272
Durata (ore):
72
CFU:
6
SSD:
BIOLOGIA APPLICATA
Anno:
2024
Dati Generali
Periodo di attività
Primo Semestre (30/09/2024 - 17/01/2025)
Syllabus
Obiettivi Formativi
Modulo 1: docente Elena Maria Clotilde Raimondi
- Apprendimento delle tecniche di coltura in vitro di cellule somatiche e di analisi citogenetiche e citogenetiche molecolari
- Conoscenza del cariotipo umano e dei metodi per l'identificazione dei cromosomi umani
Modulo 2: docente Sergio Comincini
Il Modulo intende fornire le conoscenze teorico-pratiche di metodologie di base per il mantenimento e l’analisi cellulare insieme ai principi basilari della microscopia ottica, a fluorescenza e di analisi spettrofotometrica.
Attraverso queste attività lo studente acquisirà competenze basilari per la preparazione di colture cellulari eucariotiche, l’analisi della loro composizione sub-cellulare e valutazioni microscopiche funzionali delle alterazioni dello stato fisiologico delle cellule eucariotiche
- Apprendimento delle tecniche di coltura in vitro di cellule somatiche e di analisi citogenetiche e citogenetiche molecolari
- Conoscenza del cariotipo umano e dei metodi per l'identificazione dei cromosomi umani
Modulo 2: docente Sergio Comincini
Il Modulo intende fornire le conoscenze teorico-pratiche di metodologie di base per il mantenimento e l’analisi cellulare insieme ai principi basilari della microscopia ottica, a fluorescenza e di analisi spettrofotometrica.
Attraverso queste attività lo studente acquisirà competenze basilari per la preparazione di colture cellulari eucariotiche, l’analisi della loro composizione sub-cellulare e valutazioni microscopiche funzionali delle alterazioni dello stato fisiologico delle cellule eucariotiche
Prerequisiti
Nozioni di base di Genetica, Citologia e Istologia.
Metodi didattici
Esercitazioni pratiche in laboratorio
Per le categorie di studenti che hanno diritto di fruire di "modalità di didattica inclusiva", i docenti fisseranno incontri ad personam, in presenza e/o da remoto, concordando con lo studente un programma d’esame.
Per le categorie di studenti che hanno diritto di fruire di "modalità di didattica inclusiva", i docenti fisseranno incontri ad personam, in presenza e/o da remoto, concordando con lo studente un programma d’esame.
Verifica Apprendimento
Prova scritta sugli esperimenti svolti.
Modulo 1: Vengono posti due quesiti che richiedono una risposta articolata e 10 quesiti con risposta breve.
Modulo 2: Vengono posti 3 quesiti a risposta aperta
Modulo 1: Vengono posti due quesiti che richiedono una risposta articolata e 10 quesiti con risposta breve.
Modulo 2: Vengono posti 3 quesiti a risposta aperta
Testi
Tutte le diapositive presentate durante il corso sono rese disponibili agli studenti.
Contenuti
Modulo 1: docente Elena Maria Clotilde Raimondi
Colture di cellule di mammifero, tripsinizzazione, conteggio e semina delle cellule, saggi di vitalità e proliferazione, allestimento di preparati cromosomici, immuno-fluorescenza, purificazione e marcatura di sonde di DNA, ibridazione in situ su preparati cromosomici, dimostrazione sperimentale che la replicazione del DNA è semiconservativa (test degli SCE), bandeggio cromosomico, ricostruzione del cariotipo umano, identificazione dei cromosomi coinvolti nelle principali patologie cromosomiche, analisi di microscopia in fluorescenza con telecamere CCD.
Modulo 2: docente Sergio Comincini
La prima attività pratica consisterà’ nell’applicazione di tecniche microscopiche di conteggio cellulare in sistemi citofluorimetrici e di misurazione della vitalità e citotossicita’ cellulare mediate saggi colorimetrici MTT e LDH. Sulla base delle analisi quantitative effettuate, seguito saranno allestite colture cellulari su vetrino utilizzando sistemi a contenimento basati su cappe a flusso laminare.
Saranno quindi impiegate diverse molecole autofluorescenti (Arancio di acridina, traccianti lisosomiali e mitocondriali, marcatori nucleari) per valutare mediante microscopia a fluorescenza l’uptake intracellulare e la sub-localizzazione delle molecole al fine di identificare specifici organelli e distretti cellulari. Saranno quindi descritte e utilizzate metodologie di preparazione e fissazione di vetrini per analisi in microscopia ottica e a fluorescenza.
Verranno anche allestiti dei preparati di cellule eucariotiche sottoposte a particolari stress cellulari (es stress ossidativo mediante perossido di idrogeno, induzione di starvation mediante privazione di metaboliti energetici, al fine di valutare mediante microscopia ottica e a fluorescenza gli effetti cellulari e sub-cellulari delle condizioni non fisiologiche indotte. Saranno infine condotti saggi di migrazione cellulare.
Colture di cellule di mammifero, tripsinizzazione, conteggio e semina delle cellule, saggi di vitalità e proliferazione, allestimento di preparati cromosomici, immuno-fluorescenza, purificazione e marcatura di sonde di DNA, ibridazione in situ su preparati cromosomici, dimostrazione sperimentale che la replicazione del DNA è semiconservativa (test degli SCE), bandeggio cromosomico, ricostruzione del cariotipo umano, identificazione dei cromosomi coinvolti nelle principali patologie cromosomiche, analisi di microscopia in fluorescenza con telecamere CCD.
Modulo 2: docente Sergio Comincini
La prima attività pratica consisterà’ nell’applicazione di tecniche microscopiche di conteggio cellulare in sistemi citofluorimetrici e di misurazione della vitalità e citotossicita’ cellulare mediate saggi colorimetrici MTT e LDH. Sulla base delle analisi quantitative effettuate, seguito saranno allestite colture cellulari su vetrino utilizzando sistemi a contenimento basati su cappe a flusso laminare.
Saranno quindi impiegate diverse molecole autofluorescenti (Arancio di acridina, traccianti lisosomiali e mitocondriali, marcatori nucleari) per valutare mediante microscopia a fluorescenza l’uptake intracellulare e la sub-localizzazione delle molecole al fine di identificare specifici organelli e distretti cellulari. Saranno quindi descritte e utilizzate metodologie di preparazione e fissazione di vetrini per analisi in microscopia ottica e a fluorescenza.
Verranno anche allestiti dei preparati di cellule eucariotiche sottoposte a particolari stress cellulari (es stress ossidativo mediante perossido di idrogeno, induzione di starvation mediante privazione di metaboliti energetici, al fine di valutare mediante microscopia ottica e a fluorescenza gli effetti cellulari e sub-cellulari delle condizioni non fisiologiche indotte. Saranno infine condotti saggi di migrazione cellulare.
Lingua Insegnamento
Italiano
Altre informazioni
Gli studenti devono essere dotati di camice da laboratorio
Corsi
Corsi
SCIENZE BIOLOGICHE
Laurea
3 anni
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Persone
Persone (2)
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